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Nile Red Dyes inhibiteur

N° Cat.S6818

Nile Red (Nile Blue A oxazone, Phenoxazone 9) est un excellent colorant fluorescent vital pour la détection des gouttelettes lipidiques intracellulaires en présence d'un environnement hydrophobe. Ce composé est appliqué pour la coloration des lipides intracellulaires, des domaines hydrophobes des protéines et des inclusions de phospholipides lysosomaux.
Nile Red Dyes inhibiteur Chemical Structure

Structure chimique

Poids moléculaire: 318.37

Aller à

Contrôle qualité

Lot : S681801 DMSO]40 mg/mL]false]Water]Insoluble]false]Ethanol]Insoluble]false Pureté : 99.01%
99.01

Informations chimiques, stockage et stabilité

Poids moléculaire 318.37 Formule

C20H18N2O2

Stockage (À partir de la date de réception) 3 years -20°C(in the dark) powder
N° CAS 7385-67-3 -- Stockage des solutions mères

Synonymes Nile Blue A oxazone, Phenoxazone 9 Smiles CCN(CC)C1=CC2=C(C=C1)N=C3C4=CC=CC=C4C(=O)C=C3O2

Solubilité

In vitro
Lot:

DMSO : 40 mg/mL (125.63 mM)
(Le DMSO contaminé par lhumidité peut réduire la solubilité. Utiliser du DMSO frais et anhydre.)

Water : Insoluble

Ethanol : Insoluble

Calculateur de molarité

Masse Concentration Volume Poids moléculaire
Calculateur de dilution Calculateur de poids moléculaire

In vivo
Lot:

Calculateur de formulation in vivo (Solution claire)

Étape 1 : Entrez les informations ci-dessous (Recommandé : Un animal supplémentaire pour tenir compte des pertes pendant lexpérience)

mg/kg g μL

Étape 2 : Entrez la formulation in vivo (Ceci nest que le calculateur, pas la formulation. Veuillez nous contacter dabord sil ny a pas de formulation in vivo dans la section Solubilité.)

% DMSO % % Tween 80 % ddH2O
%DMSO %

Résultats du calcul :

Concentration de travail : mg/ml;

Méthode de préparation du liquide maître DMSO : mg médicament prédissous dans μL DMSO ( Concentration du liquide maître mg/mL, Veuillez nous contacter dabord si la concentration dépasse la solubilité du DMSO du lot de médicament. )

Méthode de préparation de la formulation in vivo : Prendre μL DMSO liquide maître, ajouter ensuiteμL PEG300, mélanger et clarifier, ajouter ensuiteμL Tween 80, mélanger et clarifier, ajouter ensuite μL ddH2O, mélanger et clarifier.

Méthode de préparation de la formulation in vivo : Prendre μL DMSO liquide maître, ajouter ensuite μL Huile de maïs, mélanger et clarifier.

Remarque : 1. Assurez-vous que le liquide est clair avant dajouter le solvant suivant.
2. Assurez-vous dajouter le(s) solvant(s) dans lordre. Vous devez vous assurer que la solution obtenue lors de lajout précédent est une solution claire avant de procéder à lajout du solvant suivant. Des méthodes physiques telles que le vortex, les ultrasons ou le bain-marie peuvent être utilisées pour faciliter la dissolution.

Mécanisme daction

Targets/IC50/Ki
lipid droplet
In vitro

1. Préparation de la solution de travail Phalloidin-TRITC
1.1 Préparation de la solution mère
Dissoudre ce composé dans du méthanol pour obtenir une solution mère de 10 mM.
Remarque : Il est recommandé de conserver la solution mère à -20℃ ou -80℃ à l'abri de la lumière et d'éviter les cycles de congélation-décongélation répétitifs.
1.2 Préparation de cette solution de travail chimique
Diluer la solution mère dans un milieu de culture cellulaire sans sérum pour obtenir une solution de travail de 1-10 μM.
Remarque : Veuillez ajuster la concentration de cette solution de travail chimique en fonction de la situation réelle.
2. Coloration cellulaire
2.1 Cellules en suspension (plaque à 6 puits)
a.Centrifuger à 1000 g à 4℃ pendant 3-5 minutes, puis jeter le surnageant. Laver deux fois avec du PBS, 5 minutes à chaque fois.
b.Ajouter 1 mL de solution de travail, puis incuber à température ambiante pendant 30-60 minutes.
c.Centrifuger à 400 g à 4℃ pendant 3-4 minutes, puis jeter le surnageant.
d.Laver deux fois avec du PBS, 5 minutes à chaque fois.
e.Resuspendre les cellules avec un milieu de culture cellulaire sans sérum ou du PBS. Observation par microscopie à fluorescence ou cytométrie en flux.
2.2 Cellules adhérentes
a.Cultiver les cellules adhérentes sur des lamelles stériles.
b.Retirer la lamelle du milieu et aspirer l'excès de milieu.
c.Ajouter 100 μL de solution de travail, agiter doucement pour couvrir complètement les cellules, puis incuber à température ambiante pendant 30-60 minutes.
d.Laver deux fois avec du milieu, 5 minutes à chaque fois. Observation par microscopie à fluorescence.

Références

Support technique

Instructions de manipulation

Tel: +1-832-582-8158 Ext:3

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